Влияние размера ДНК-мишени на эффективность измерения химеризма в циркулирующей свободной ДНК плазмы

Актуальность. Анализ свободной циркулирующей ДНК открывает перспективы для молекулярной диагностики, однако ее фрагментация и низкая концентрация в крови могут осложнить проведение ПЦР.

Цель. Изучить влияние длины мишени на эффективность амплификации маркеров Y-хромосомы из свободной циркулирующей ДНК.

Материал и методы. Пятьдесят образцов свободной циркулирующей ДНК полученных от 39 пациентов: после трансплантации печени (n=19), с острым лейкозом после аллогенной трансплантации гемопоэтических стволовых клеток (n=10) и беременных женщин (n=10). Кроме того, мы подготовили 16 образцов химер путем последовательного разведения мужской свободной циркулирующей ДНК в женской свободной циркулирующей ДНК от здоровых доноров. Мы определили долю мужской свободной циркулирующей ДНК с помощью маркера Y-хромосомы S02, длина которого составляет 211 пар нуклеотидов, как было предложено M. Alizadeh et al. Мы также модифицировали дизайн праймеров Alizadeh для получения ДНК-мишени длиной 138 пар нуклеотидов.

Доля мужской свободной циркулирующей ДНК также определялась с помощью фрагментного анализа с использованием маркера амелогенина Y (84 пар нуклеотидов) из набора COrDIS Plus (ООО «Гордиз», Россия).

Результаты. В трех группах пациентов амплификация мужской свободной циркулирующей ДНК была более эффективной при использовании более коротких ДНК-мишеней (p<0,05). В искусственно созданных «химерах» с известным соотношением мужской и женской свободной циркулирующей ДНК анализ маркера длиной 84 пары нуклеотидов давал значения, наиболее близкие к реальным.

Выводы. В количественных моделях, протестированных на данный момент, более короткие ПЦР-мишени предпочтительнее для анализа свободной циркулирующей ДНК.

1. Levitsky J, Kandpal M, Guo K, Kleiboeker S, Sinha R, Abecassis M, et al. Donor-derived cell-free DNA levels predict graft injury in liver trans plant recipi ents. Am J Transplant. 2022;22(2):532–540. PMID: 34510731 https://doi.org/10.1111/ajt.16835

2. Avramidou E, Vasileiadou S, Antoniadis N. Liver transplantation and ddcfDNA: a small solution for a big problem. Livers. 2023;3(1):76–81. https://doi.org/10.3390/livers3010007

3. García-Fernández N, Macher HC, Suárez-Artacho G, Gómez-Bravo MÁ, Molinero P, Guerrero JM, et al. DonorSpecific Cell-Free DNA qPCR quantification as a noninvasive accurate biomarker for early rejection detection in liver transplantation. J Clin Med. 2022;12(1):36. PMID: 36614837 https://doi.org/10.3390/jcm12010036

4. Cheng AP, Cheng MP, Loy CJ, Lenz JS, Chen K, Smalling S, et al. Cell-free DNA profiling informs all major complications of hematopoietic cell transplantation. Proc Natl Acad Sci USA. 2022;119(4):e2113476118. PMID: 35058359 https://doi.org/10.1073/pnas.2113476118

5. Aljurf M, Abalkhail H, Alseraihy A, Mohamed SY, Ayas M, Alsharif F, et al. Chimerism analysis of cell-free DNA in patients treated with hematopoietic stem cell transplantation may predict early relapse in patients with hematologic malignancies. Biotechnol Res Int. 2016;2016:8589270. PMID: 27006832 https://doi.org/10.1155/2016/8589270

6. Pasca S, Guo MZ, Wang S, Stokvis K, Shedeck A, Pallavajjala A, et al. Cell-free DNA measurable residual disease as a predictor of postallogeneic hematopoietic cell transplant outcomes. Blood Adv. 2023;7(16):4660–4670. PMID: 37276081 https://doi.org/10.1182/bloodadvances.2023010416

7. Gardner McKinlay RJM, Sutherland GR, Shaffer LG, eds. Chromosome abnormalities and genetic counseling. Oxford University Press Inc.; 2011.

8. Lo YM, Corbetta N, Chamber lain PF, Rai V, Sargent IL, Red man CW, et al. Presence of fetal DNA in maternal plasma and serum. Lancet. 1997;350(9076):485–487. PMID: 9274585 https://doi.org/10.1016/S01406736(97)02174-0

9. Kazakov VI, Bozhkov VM, Linde VA, Repina MA, Mikhaˇіlov VM. Extracellular DNA in the blood of pregnant women. Cytology. 1995;37(3):232–236. (In Russ.).

10. Jeon YJ, Zhou Y, Li Y, Guo Q, Chen J, Quan S, et al. The feasibility study of noninvasive fetal trisomy 18 and 21 detection with semiconductor sequencing platform. PLoS One. 2014;9(10):e110240. PMID: 25329639 https://doi.org/10.1371/journal.pone.0110240

11. Thung DT, Beulen L, Hehir-Kwa J, Faas BH. Implementation of whole genome massively parallel sequencing for noninvasive prenatal testing in laboratories. Expert Rev Mol Diagn. 2015;15(1):111–124. PMID: 25347354 https://doi.org/10.1586/14737159.2015.973857

12. Grunt M, Hillebrand T, Schwarzenbach H. Clinical relevance of size selection of circulating DNA. Transl Cancer Res. 2018;7(Suppl 2):S171–84. https://doi.org/10.21037/tcr.2017.10.10

13. Schwarzenbach H, Pantel K. Circulating DNA as biomarker in breast cancer. Breast Cancer Res. 2015;17(1):e136. PMID: 26453190 https://doi.org/10.1186/s13058-015-0645-5

14. Page K, Hava N, Ward B, Brown J, Guttery DS, Ruangpratheep C, et al. Detection of HER2 amplification in circulating free DNA in patients with breast cancer. Br J Cancer. 2011;104(8):1342– 1348. PMID: 21427727 https://doi.org/10.1038/bjc.2011.89

15. Page K, Powles T, Slade MJ, Tamburo De Bella M, Walker RA, Coombes RC, et al. The importance of careful blood processing in isolation of cell-free DNA. Ann N Y Acad Sci. 2006;1075:313–317. PMID: 17108226 https://doi.org/10.1196/annals.1368.0

16. Trigg RM, Martinson LJ, Parpart-Li S, Shaw JA. Factors that influence quality and yield of circulating-free DNA: a systematic review of the methodology literature. Heliyon. 2018;4(7):e00699. PMID: 30094369 https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2018.e00699

17. Barton DE. DNA prep for eukaryotic cells (macrophages)? 1995. Available at: http://www.bio.net/bionet/mm/methods-and-reagents/1995-July/031231.html [Accessed August 6, 2024].

18. Alizadeh M, Bernard M, Danic B, Dauriac C, Birebent B, Lapart C, et al. Quantitative assessment of hematopoietic chimerism after bone marrow transplantation by real-time quan titative polymerase chain reaction. Blood. 2002;99(12):4618–4625. PMID: 12036896 https://doi.org/10.1182/blood.V99.12.4618

19. Thierry AR, Messaoudi SEl, Gahan PB, Anker P, Stroun M. Origins, structures, and functions of circulating DNA in oncology. Cancer Metastasis Rev. 2016;35(3):347–376. PMID: 27392603 https://doi.org/10.1007/s10555-0169629-x

20. Fernández-Galán E, Badenas C, Fondevila C, Jiménez W, Navasa M, PuigButillé JA, et al. Monitoring of donorderived cell-free DNA by short tandem repeats: concentration of total cell-free DNA and fragment size for acute rejection risk assessment in liver transplantation. Liver Transpl. 2022;28(2):257– 268. PMID: 34407295 https://doi.org/10.1002/lt.26272

21. Zhao D, Zhou T, Luo Y, Wu C, Xu D, Zhong C, et al. Preliminary clinical experience applying donor-derived cell-free DNA to discern rejection in pediat ric liver transplant recipients. Sci Rep. 2021;11(1):1138. PMID: 33441886 https://doi.org/10.1038/s41598-020-80845-6

22. Andrikovics H, Őrfi Z, Meggyesi N, Bors A, Varga L, Kövy P, et al. Current trends in applications of circulatory microchimerism detection in transplantation. Int J Mol Sci. 2019;20(18):4450. PMID: 31509957 https://doi.org/10.3390/ijms20184450

23. Duque-Afonso J, Waterhouse M, Pfeifer D, Follo M, Duyster J, Bertz H, et al. Cell-free DNA characteristics and chimerism analysis in patients after allogeneic cell transplantation. Clin Biochem. 2018;52:137–141. PMID: 29180242 https://doi.org/10.1016/j.clin-biochem.2017.11.015

24. Waterhouse M, Pennisi S, Pfeifer D, Scherer F, Zeiser R, Duyster J, et al. Monitoring of measurable residual disease using circulating DNA after allogeneic hematopoietic cell transplantation. Cancers (Basel). 2022;14(14):3307. PMID: 35884368 https://doi.org/10.3390/cancers14143307

25. Смирнова С.Ю., Никулина Е.Е., Габеева Н.Г., Королева Д.А., Татарникова С.А., Смольянинова А.К. и др. Свободно циркулирующая ДНК в плазме у пациентов с диффузной В-крупноклеточной лимфомой и В-клеточной лимфомой высокой степени злокачественности («Double hit»/«Triple hit»). Клиническая онкогематология. 2023;16(2):200–208. https://doi.org/10.21320/2500-2139-2023-16-2200-208

26. Soloveva M, Solovev M, Yakutik I, Biderman B, Nikulina E, Risin skaya N, et al. RAS-ERK pathway genes mutations in the lesions from various tumour loci in multiple myeloma. EMJ Hematol. 2023;11(1):35–36. https://doi.org/10.33590/emjhematol/10305683

27. Catarino R, Ferreira MM, Rodrigues H, Coelho A, Nogal A, Sousa A, et al. Quantification of free circulating tumor DNA as a diagnostic marker for breast cancer. DNA Cell Biol. 2008;27(8):415–421. PMID: 18694299 https://doi.org/10.1089/dna.2008.0744

28. Leary RJ, Sausen M, Kinde I, Papadopoulos N, Carpten JD, Craig D, et al. Detection of chromosomal alterations in the circulation of cancer patients with whole-genome sequencing. Sci Transl Med. 2012;4(162):162ra154. PMID: 23197571 https://doi.org/10.1126/scitranslmed.3004742

29. Diaz LA Jr, Bardelli A. Liquid biopsies: genotyping circulating tumor DNA. J Clin Oncol. 2014;32(6):579–586. PMID: 24449238 https://doi.org/10.1200/jCO.2012.45.2011

30. Frattini M, Gallino G, Signoroni S, Balestra D, Lusa L, Battaglia L, et al. Quantitative and qualitative characterization of plasma DNA identifies primary and recurrent colorectal cancer. Cancer Lett. 2008;263(2):170–181. PMID: 18395974 https://doi.org/10.1016/j.canlet.2008.03.021

31. Chan KCA, Zhang J, Hui ABY, Wong N, Lau TK, Leung TN, et al. Size distributions of maternal and fetal DNA in maternal plasma. Clin Chem. 2004;50(1):88–92. PMID: 14709639 https://doi.org/10.1373/clinchem.2003.024893

32. Hou Y, Yang J, Deng F, Wang F, Peng H, Guo F, et al. Association between cell-free DNA fetal fraction and pregnant character: a retrospective cohort study of 27,793 maternal plasmas. Sci Rep. 2023;13(1):11420. PMID: 37452067 https://doi.org/10.1038/s41598-02338151-4

33. Benn P, Borrell A, Chiu RWK, Cuckle H, Dugoff L, Faas B, et al. Position statement from the Chromosome Abnormality Screening Committee on behalf of the Board of the International Society for Prenatal Diagnosis. Prenat Diagn. 2015;35(8):725–734. PMID: 25970088 https://doi.org/10.1002/pd.4608

34. Lu Y-S, Chen Y-Y, Ding S-Y, Zeng L, Shi L-C, Li Y-J, et al. Performance analy sis of non-invasive prenatal testing for trisomy 13, 18, and 21: a large-scale retrospective study (2018–2021). Heliyon. 2024;10(13):e33437. PMID: 39040373 https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2024.e33437

35. Kwon H-J, Yun S, Joo J, Park D, Do W-J, Lee S, et al. Improving the accuracy of noninvasive prenatal testing through size-selection between fetal and maternal cfDNA. Prenat Diagn. 2023;43(13):1581–1592. PMID: 37975672 https://doi.org/10.1002/pd.6464

36. Шубина Е., Янкевич Т., Гольцов А.Ю., Мукосей И.С., Кочеткова Т.О., Быстрицкий А.А. и др. Определение доли плодовой ДНК в плазме крови беременной женщины с помощью высокопроизводительного секвенирования набора частотных однонуклеотидных полиморфизмов. Вестник российского государственного медицинского университета. 2018;7(3):30–34. https://doi.org/10.24075/brsmu.2018.031